(a) Un approccio biotecnologico per la produzione ecosostenibile di energia da residui lignocellulosici; (b) Svelare i determinanti di patogenicità: dall'analisi in silico alla mutagenesi e la caratterizzazione funzionale; (c) Laboratorio di fitopatologia diagnostica per la salute delle piante e la conservazione della loro biodiversità in un mondo in via di cambiamento.
Materiale didattico ed articoli scientifici forniti dai Docenti su supporto digitale (Moodle) e ricerca autonoma da parte degli studenti su banche dati scientifiche e riviste ISI on line.
Obiettivi Formativi
Fornire strumenti teorico-pratici ed elementi di valutazione per affrontare con approccio multidisciplinare alcune problematiche d’interesse delle biotecnologie agroambientali, delineando possibili soluzioni a partire dalle competenze acquisite e dalle ricerche bibliografiche sulla letteratura scientifico-tecnica più recente.
Prerequisiti
E' fortemente consigliato possedere le conoscenze relative ai corsi dei tre precedenti semestri del CLM BIO-EMSA.
Metodi Didattici
8 ore di lezioni frontali (= 1 CFU)
60 ore di laboratorio (= 5 CFU)
82 ore di lavoro a casa per: ricerche bibliografiche, stesura del piano sperimentale e dei protocolli, relazioni tecnico scientifiche intermedie e finale.
Vengono proposti tre percorsi, che si svolgono in contemporanea. Gli studenti ne scelgono uno, che seguono nel semestre. L'esame consiste nella discussione pubblica del loro piano sperimentale, metodi usati e risultati ottenuti.
Gli argomenti proposti sono stati:
1) Produzione ecosostenibile di energia da residui lignocellulosici (Docente: A. Adessi)
2) Determinanti di patogenicità: dall'analisi in silico alla mutagenesi e la caratterizzazione
funzionale (Docente: S. Tegli)
3) Fitopatologia diagnostica per la salute delle piante e la conservazione della loro biodiversità
(Docente: S. Biricolti)"
Altre Informazioni
Frequenza obbligatoria per la realizzazione dell’esperienza pratica.
Modalità di verifica apprendimento
Relazione scritta e successivo esame orale con una presentazione (15 min) sul contesto scientifico internazionale in cui l’esperienza è collocata, sulle attività sperimentali svolte e sui risultati ottenuti, discutendone le possibili applicazioni in ambito agroambientale.
Programma del corso
Argomento (a)
Lezioni frontali:
Profili di espressione (PCR-real time) per la selezione di genotipi di pioppo bianco con bassa produzione di cellulosa ed emicellulosa. Fermentazioni per la produzione di.
Laboratorio
Disegno dello schema sperimentale.
PCR-real time per lo studio dei profili di espressione
Produzione di substrati fermentescibili dal residui lignocellulosi
Produzione di dai substrati prodotti
Valutazioni del processo sviluppato.
Argomento (b)
Lezioni frontali:
- Tecniche di mutagenesi per batteri Gram negativi e positivi e loro strumenti, incluso quelli bioinformatici.
Laboratorio:
- Disegno dello schema sperimentale di mutagenesi sito-diretta
- Analisi di sequenza e disegno primer per allestimento costrutto
- Produzione del costrutto e sua verifica
- Produzione mutanti e loro verifica
- Analisi genotipiche e fenotipiche dei mutanti.
Argomento (c)
La produzione, la distribuzione e l'uso di materiali di propagazione vegetale sani, comprese le sementi, sono tra gli approcci più efficaci alla gestione della malattia, nonché l'unico in grado di evitare l'ingresso, la diffusione e l'insediamento di patogeni vegetali alieni. In questo corso vengono descritti e sperimentati lo sviluppo e l'applicazione di diagnostica molecolare innovativa, altamente specifica, sensibile, rapida e a basso costo per diversi fitopatogeni, con piante da vivaio, piante da frutto e semi utilizzati come sistemi modello principale. Inoltre, saranno implementati protocolli per campioni ambientali provenienti da campi, vivai e frutteti, terreni di coltura e acqua per irrigazione
Lezioni frontali:
- Tecniche di “fingerprinting” molecolare, a partire da analisi bioinformatiche di genomi/sequenze di fitopatogeni.
Laboratorio:
- Disegno dello schema sperimentale per “fingerprinting” molecolare
- Analisi delle sequenze specifiche putative individuate in silico
- Scelta della tecnica diagnostica “PCR-based”, disegno dei primer e loro verifica in vitro
- Applicazione del protocollo diagnostico in planta e sua ottimizzazione